«Основы бактериологической техники»

Fig. 164.—Front of inoculation card.

Предварительный осмотр и обследование. — Предварительное обследование должно включать наблюдение за животным в покое и в движении; внешний вид шерсти, перьев или чешуи, осмотр глаз и внешних отверстий тела; тактильное обследование тела и конечностей, а также пальпацию паха и живота; и во многих случаях микроскопическое исследование свежих и окрашенных мазков крови.

Некоторые из более распространенных форм естественно приобретенной инфекции могут быть кратко упомянуты, не затрагивая, однако, различных блох, вшей и клещей, которые временами заражают обычных лабораторных животных.

Fig. 165.—Back of inoculation card.

Кролик, особенно в неволе, подвержен нападениям Psoric Acari, и инфекция легко передается кроликам в соседних клетках, а также морским свинкам, но не крысам и мышам. Один вид (Sarcoptes minor var. cuniculi) вызывает обычную чесотку. Инфекция сначала проявляется в виде толстых желтоватых чешуек и корок вокруг носа, рта и глаз, распространяется на основания и внешние поверхности ушей (никогда не внутрь ушной раковины), на передние и задние лапы, в пах и вокруг гениталий. Клещи могут быть легко продемонстрированы микроскопически в соскобах кожи, обработанных раствором поташа. Другая форма чесотки (вызванная Psoroptes communis cuniculi) начинается на дне ушной раковины, которая заполняется беловато-желтыми массами, состоящими из высушенных корок, чешуек, фекалий и мертвых клещей. Основание уха твердое и опухшее, и поднятие животного за уши — как это обычно делается — вызывает значительную боль; действительно, этот симптом может быть тем, который первым привлекает внимание к инфекции, вызывающей прогрессирующее истощение и заканчивающейся смертью. Иногда наблюдается смешанная инфекция — саркоптоз плюс псороптоз.

Если принято решение попытаться спасти животных, страдающих от инфекции этими паразитами, их необходимо изолировать, струпья тщательно очистить с инфицированных участков, а обнаженные поверхности промыть 5-процентным раствором персульфата калия (несколько капель дать стечь в ушную раковину) или препаратом, содержащим равные части мягкого парафина и вазелина с несколькими каплями лизола. Это лечение следует повторять ежедневно, пока клещ не будет уничтожен и животное не вернется в нормальное состояние. Клетки должны быть продезинфицированы, все соседние животные тщательно осмотрены, и любые, проявляющие признаки инфекции, должны быть обработаны аналогичным образом. Парша также поражает кролика, и типичные пятна сначала отмечаются вокруг основания уха.

Инфекция Coccidium oviforme очень распространена, не проявляя, однако, никаких симптомов, по которым инфекцию можно было бы распознать. Обычно состояние отмечается только при вскрытии, когда печень оказывается усеянной многочисленными казеозными бугорками, которые при исследовании оказываются кистозными областями, заполненными кокцидиями. Иногда также печень кролика, умершего от какой-либо преднамеренной или случайной бактериальной инфекции, при вскрытии оказывается отмеченной тонкими желтоватыми полосками и небольшими бугорками из-за эмбрионов Tænia serrata, в то время как кистозная форма (Cysticercus pisiformis) часто отмечается свободно в брюшной полости или поражающей брыжейку.

Образование абсцессов от инфекции обычными пиогенными бактериями встречается у кролика естественным образом, и часто виварий лаборатории бывает опустошен инфекционным сепсисом, вызванным B. cuniculicida.

Мышь и крыса страдают от сепсиса и от цистицеркоидной формы Tænia murina; кистозная форма (Cysticercus fasciolaris) T. crassicollis имеет свое место обитания в их печени. Эти мелкие грызуны часто заражены чесоткой, но если их обеспечить чистой соломой, они будут очищаться, протираясь сквозь нее. Мышь также поражается паршой, а крыса часто заражена Trypanosoma Lewisi.

Морская свинка, как и кролик, страдает от чесотки и кокцидиоза. Кроме того, она часто естественно инфицирована B. tuberculosis, и разумной предосторожностью является проверка животных, как только они попадают в лабораторию, путем инъекции старого туберкулина Коха — 0,5 куб. см вызывают смерть туберкулезной морской свинки в течение 48 часов.

Обезьяна естественно склонна к туберкулезу, и ей следует ввести 1 куб. см старого туберкулина по прибытии в лабораторию. Ткани обезьяны также служат местом обитания для нематоды, паразитирующей у крупного рогатого скота (Œsophagostoma inflatum), напоминающей Anchylostomum, и этот паразит часто пробуравливает стенку кишечника и провоцирует образование небольших кист в непосредственно прилегающей брыжейке. Наличие этих кист может вызвать значительные размышления при вскрытии.

Голубь может быть инфицирован Hæmosporidia, и в его крови может быть обнаружено присутствие halteridia. Эта птица также может быть объектом бактериальной инфекции, известной как дифтерия голубей; в то время как домашняя птица может быть подвержена чесотке и стригущему лишаю или страдать от холеры птиц или сепсиса птиц — инфекций, вызванных представителями группы геморрагического сепсиса.

Взвешивание. — Крупных животных наиболее удобно взвешивать на десятичных весах, снабженных металлической клеткой для их размещения вместо обычной чаши (Рис. 166). Мышей и крыс взвешивают на модификации почтовых весов, взвешивающих до 250 граммов, у которых коническая проволочная клетка (тщательно уравновешенная) заменена на их первоначальную чашу (Рис. 167).

Fig. 166.—Rabbit scales.

Температура. — Для измерения ректальной температуры у любого из лабораторных животных помощник должен осторожно, но крепко удерживать животное. Введите наконечник обычного клинического термометра, хорошо смазанный вазелином, непосредственно за сфинктер ануса. Оставьте его в этом положении на несколько секунд, а затем осторожно и плавно продвигайте его до тех пор, пока весь наконечник и часть стержня, до сужения, не войдут в прямую кишку. Через три-пять минут, время варьируется, конечно, в зависимости от чувствительности используемого термометра, извлеките инструмент и снимите показания. Термометры, используемые для регистрации температуры, должны время от времени проверяться путем сравнения со стандартным сертифицированным термометром Кью, хранящимся в лаборатории для этой цели.

Fig. 167.—Mouse scales

Клетки. — В период между инокуляцией и смертью или полным выздоровлением подопытных животных необходимо содержать в подходящих емкостях, которые можно легко содержать в чистоте и быстро дезинфицировать.

Мышей обычно содержат в стеклянной банке (рис. 168) высотой 11 см и диаметром 11 см, закрытой крышкой из проволочной сетки, которая утяжелена свинцом или прикреплена к горлышку банки байонетным затвором. Небольшая прямоугольная этикетка размером 5 см на 2,5 см, нанесенная пескоструйным методом на боковую сторону цилиндра, является очень удобным приспособлением, так как записи, сделанные на ней обычным графитовым карандашом, хорошо видны и для их удаления требуется лишь влажная ткань (рис. 168).

Крысу содержат под наблюдением в стеклянной банке, аналогичной той, что используется для мыши, но большего размера.

Fig. 168.—Mouse jar.

Fig. 169.—Tripod.

Слой опилок на дне банки впитывает влагу, а в качестве подстилки следует использовать вату или бумажную стружку. Корм должен состоять из отрубей и овса с периодическим добавлением хлеба, размоченного в молоке.

Использование металлической треноги, на платформе которой внутри клетки припаяны две небольшие чашки для корма, предотвращает его разбрасывание или загрязнение экскрементами (рис. 169).

После использования банки и треноги стерилизуют либо химическими реагентами, либо автоклавированием.

Кроликов и морских свинок содержат в клетках подходящего размера, изготовленных полностью из металла (рис. 170). Боковые стороны, верх и низ выполнены из плетеной проволоки; под клеткой находится выдвижной металлический поддон, наполненный опилками, для сбора экскрементов. Клетка в целом приподнята над землей на коротких ножках. Боковые стороны и другие элементы обычно крепятся на петлях, чтобы клетку можно было сложить в плоскую конструкцию для удобства хранения и стерилизации.

Обычная крысиная клетка, представляющая собой прямоугольный ящик из проволочной сетки размером 30 см спереди назад, 20 см в ширину и 14 см в высоту, отлично подходит для морских свинок, если ее установить на неглубокий цинковый поддон размером 35 см на 24 см.

Fig. 170.—Metal rabbit rage.

Для подстилки следует обеспечить обильное количество соломы, а корм должен состоять из свежих овощей, листьев капусты, ботвы моркови и репы и тому подобного для утреннего кормления, а также разломанного галетного печенья для вечернего кормления. Иногда в клетку можно поставить немного воды в глиняной посуде.

Поддон, в который попадают экскременты, следует ежедневно очищать и засыпать свежими опилками, а загрязненные опилки, остатки пищи и т. д. — сжигать.

Эти клетки после использования стерилизуют либо автоклавированием, либо опрыскиванием формалином.

Поскольку инокуляция животных является чисто хирургической операцией, необходимые инструменты будут аналогичны тем, что используются хирургом, и, подобно им, должны быть стерильными. При выполнении инокуляции необходимо строго соблюдать асептику и принимать соответствующие меры предосторожности для защиты от случайного загрязнения материала, вводимого животному. Кроме того, руки оператора должны быть тщательно продезинфицированы.

Приведенный ниже список аппаратуры, используемой при инокуляции животных, включает практически все необходимое для любой инокуляции. Излишне говорить, что вся аппаратура никогда не потребуется для одной конкретной инокуляции.

Fig. 171.—Hypodermic syringe with finger rests.

Аппаратура, необходимая для инокуляции животных:

1. Стерилизатор для воды (см. стр. 33). Также удобно иметь второй стерилизатор для воды, аналогичный, но меньшего размера (23 на 7 на 5 см), для стерилизации шприцев.

2. Шприц для инъекций. Лучшей формой является обычный подкожный шприц емкостью 1 куб. см, градуированный с делениями по одной двадцатой кубического сантиметра (0,05 куб. см), оснащенный упорами для пальцев, но с кожаными прокладками и поршневым уплотнением, замененными на асбестовые (рис. 171). Инструмент должен легко разбираться, а запасные части должны быть под рукой на случай случайной поломки или потери. Другими полезными шприцами являются шприцы емкостью 2, 5, 10 и 20 куб. см. Необходимо иметь хороший запас игл, как остроконечных, так и с тупыми концами. Для стерилизации шприца наполните его водой, ослабьте уплотнение поршня и все винтовые соединения, поместите его в стерилизатор и кипятите не менее пяти минут. Дезинфицируйте шприц после использования аналогичным образом. Иглы, которые очень склонны к ржавлению после кипячения, следует хранить в банке с абсолютным спиртом, когда они не используются.

3. Операционный стол.

4. Хирургические инструменты. Стерилизуйте их перед использованием путем кипячения и дезинфицируйте после использования тем же способом. Насухо вытрите сразу после завершения дезинфекции.

Ножницы, зонд и остроконечные инструменты.

Анатомические пинцеты различных моделей.

Зажимные пинцеты.

Ранорасширители (малые самофиксирующиеся, рис. 172).

Аневризматические иглы, острые и тупые.

Скальпели, кератомы с металлическими ручками. Трепаны.

Стальные зажимы Мишеля и специальные щипцы для их наложения. Эти небольшие стальные зажимы позволяют оператору легко и быстро закрывать разрезы кожи и наиболее удобны для операций на животных.

Хирургические иглы.

Иглодержатель.

Мягкие резиновые катетеры различных размеров.

Эластичные гуммированные пищеводные бужи с соединением для шприца.

Fig. 172. Small self retaining retractors.

5. Анестетик.

(а) Общий: Самым безопасным общим анестетиком для животных является свежеприготовленная смесь А. С. Э., содержащая по объему 1 часть спирта, 2 части хлороформа, 6 частей эфира, и ее следует вводить с помощью «конуса», образованного скручиванием одного угла полотенца и помещением внутрь ватного тампона, или с помощью пропитанного ватного тампона, уложенного на дно небольшого стакана.

(б) Местный:

1. Cocaine hydrochloride, 2 per cent. in adrenalin 1 per mille solution.

2. Beta-eucaine, 2 per cent. in adrenalin, 1 per mille solution.

3. Ethyl chloride jet.

6. Стерильные стеклянные капсулы различных размеров.

7. Футляры со стерильными пипетками { 10 куб. см (с делениями по одной десятой кубического сантиметра). { 1 куб. см (с делениями по одной сотой кубического сантиметра).

8. Колбы (75 куб. см), содержащие стерилизованный физиологический раствор (или стерильный бульон).

9. Стерилизованная вата. Вата (гигроскопическая) неплотно упаковывается в медный цилиндр, аналогичный тому, что используется для хранения капсул, и стерилизуется в сушильном шкафу.

10. Стерилизованная марля. Марля стерилизуется так же, как и вата.

11. Стерилизованный шелк и кетгут для швов. Их стерилизуют по мере необходимости путем кипячения в течение десяти минут в стерилизаторе для воды.

12. Гибкий коллодий (или сложная настойка бензоина).

13. Карандаш для маркировки стекла.

14. Привязываемые целлулоидные этикетки для крепления к клеткам.

15. Бритва.

16. Небольшая емкость с теплой водой.

17. Жидкое мыло. Жидкое мыло готовится следующим образом: отмерьте 100 граммов мягкого мыла и добавьте к 500 куб. см 2-процентного раствора лизола в большом стеклянном стакане; растворите путем нагревания на водяной бане при температуре около 90° C. Разлейте по бутылкам и наклейте этикетку «Жидкое мыло».

18. Вместо жидкого мыла и бритвы иногда удобно использовать депиляторный порошок.

Barium sulphide 1 part

Rice starch 3 parts

Густо посыпьте порошком участок, с которого нужно удалить волосы, сбрызните водой и смешайте в тонкую пасту прямо на месте; дайте пасте подействовать в течение трех минут, затем соскребите костяным шпателем — волосы удаляются вместе с пастой, оставляя идеально чистый участок. Этот процесс предпочтительно проводить за день до операции.

Материал, используемый для инокуляции. — Инокулируемый материал может быть либо —

1. Культуры бактерий — выращенные в жидких средах или на твердых средах.

2. Продукты метаболизма бактериальной активности — например, токсины в растворе.

3. Патологические продукты (жидкие секреты и экскреты, плотные ткани).

Подготовка инокулята. —

(а) Культивирование в жидких средах. —

1. Прокалите пробку пробирки с культурой.

2. Удалите пробку и прокалите горлышко пробирки.

3. Слегка приподнимите крышку стерильной капсулы, вставьте горлышко пробирки с культурой в отверстие и перелейте часть культуры в капсулу.

4. Извлеките горлышко пробирки с культурой из капсулы, закройте крышку последней, прокалите горлышко пробирки и снова закройте пробкой.

5. Извлеките шприц из стерилизатора, вытесните из него воду и дайте остыть.

6. Приподнимите крышку капсулы настолько, чтобы ввести иглу шприца, и наберите необходимое количество культуры в цилиндр шприца.

(Или удалите определенное измеренное количество культуры непосредственно из пробирки или колбы с помощью стерильной градуированной пипетки, вылейте измеренное количество в стерильную капсулу и наберите в шприц; или наберите необходимое количество культуры непосредственно в градуированный шприц из пробирки или колбы.)

Fig. 173.—Conical separatory funnel, fitted for injection of fluid cultivations.

Если необходимо ввести большой объем жидкости животному, культуру следует перенести с соблюдением асептических мер предосторожности в стерильную делительную воронку, предпочтительно формы, показанной на рисунке 173, и при необходимости градуированную. Она устанавливается на штативе и поднимается достаточно высоко над уровнем животного, которому делается инъекция, чтобы обеспечить хороший «напор». Кусок стерилизованной резиновой трубки подходящей длины, оснащенный инъекционной иглой и снабженный винтовым зажимом, теперь присоединяется к носику воронки, и операция завершается в соответствии с требованиями конкретного случая.

Этот метод вполне удовлетворителен, когда инъекция делается в плевральную или брюшную полости или непосредственно в вену, но если инъекцию необходимо сделать в подкожную клетчатку, «напора» может быть недостаточно, чтобы протолкнуть жидкость. В этом случае необходимо перенести культуру в стерильную промывалку, прикрепить ручные резиновые мехи к трубке для впуска воздуха (установив воздушный фильтр) и присоединить трубку с инъекционной иглой к выпускной трубке (рис. 174). При осторожном использовании можно получить достаточное усилие для выполнения инъекции.

(б) Культивирование на твердых средах (например, скошенный агар). —

1. С помощью стерильной градуированной пипетки введите подходящее небольшое количество стерильного бульона (или стерильного физиологического раствора) в пробирку с культурой.

Fig. 174.—Arrangement of pressure injection apparatus.

2. Стерильной платиновой петлей или шпателем соскоблите бактериальный рост с поверхности среды и эмульгируйте его с бульоном. После этого он фактически становится жидким инокулятом.

3. Перелейте эмульсию в стерильную капсулу и наполните ею шприц.

(в) Токсины. — Подготовленные ранее описанными методами (см. стр. 318), с ними обращаются аналогично культурам в жидких средах.

(г) Патологические продукты. — Жидкие секреты, экскреты и т. д., такие как серозный экссудат, гной, кровь и т. д., обрабатываются как жидкие культуры; но если материал очень густой или вязкий, для его разбавления можно использовать небольшое количество стерильного бульона или физиологического раствора, а тщательное перемешивание осуществляется с помощью стерильной платиновой палочки.

Плотные ткани, такие как селезенка, лимфатические узлы и т. д., можно разделить на мелкие кусочки стерильными инструментами и растереть в стерилизованной агатовой ступке (используя агатовый пестик) с небольшим количеством стерильного бульона, после чего наполнить шприц полученной эмульсией.

Fig. 175.—Holding rabbit for shaving.

Если желательно инокулировать ткань en masse, удалите из материала небольшой кубик размером 1 или 2 мм и введите его в рану, сделанную стерильными инструментами в подходящем месте, и закройте рану с помощью стальных зажимов Мишеля и герметичной повязки.

Метод фиксации животных во время инокуляции. —

Для большинства инокуляций, особенно когда анестетик не вводится, принято привлекать помощника для удержания животного (см. рис. 175).

При работе в одиночку полезным приспособлением является держатель Воге для морских свинок, метод использования которого легко понятен из прилагаемых рисунков (рис. 176, 177).

Сам инструмент состоит из полого медного цилиндра, один конец которого загнут вокруг кольца из толстой медной проволоки, и с этого открытого конца прорезана щель, проходящая примерно до середины одной стороны цилиндра. Противоположный конец закрыт «съемной» крышкой и перфорирован по краю рядом вентиляционных отверстий, которые совпадают с отверстиями, прорезанными в ободке крышки. В случае, если животное сопротивляется попыткам извлечь его из держателя задним ходом, эту крышку снимают, держатель кладут на стол, и морской свинке позволяют выйти самостоятельно.

Fig. 176.—Taking guinea-pig's temperature.

Для животных разного размера будут полезны два размера этого держателя:

1. Length, 16 cm.; breadth, 6 cm.; size of slot, 8 cm. by 2.5 cm.

2. Length, 20 cm.; breadth, 8 cm.; size of slot, 10 cm. by 2.5 cm.

Удобный держатель для мышей и даже небольших крыс показан на рисунке 178, хвост надежно удерживается пружинным зажимом. Излишне говорить, что держатель должен быть полностью металлическим, а проволочная клетка — съемной и легко заменяемой.

Fig. 177.—Voge's holder.

Когда животное находится под анестезией, удобнее надежно зафиксировать его на простой форме операционного стола, такой как стол Татена (рис. 179), который подходит для кроликов, морских свинок и крыс, или на более сложном столе, разработанном автором (рис. 180).

Fig. 178.—Mouse holder.

Fig. 179.—Tatin's operation table.

Операционный стол. — Это стол «асептического» типа, состоящий из стальных трубок, никелированных или эмалированных. Рама столешницы достаточно велика, чтобы вместить кроликов, собак и обезьян; она поддерживается телескопическими стойками, поэтому регулируется по высоте; в своей длинной оси она может наклоняться (с любого конца) на 45° от горизонтали. Кроме того, она может полностью вращаться вокруг своей длинной оси. Сама столешница состоит из листа медной проволочной сетки, свободно подвешенной к длинным сторонам трубчатой рамы. Слабина сетчатого ложа позволяет поместить под животное резиновую грелку или электротерм, и если в ходе эксперимента необходимо перевернуть животное, рама столешницы полностью поворачивается, устройство, принятое для подвешивания сетки, отсоединяется, и сетка также переворачивается, так что она снова поддерживает животное снизу.

Fig. 180.—Author's operating table[12]

МЕТОДЫ ИНОКУЛЯЦИИ.

Следующие методы инокуляции применяются более конкретно к кролику, но из них легко будет увидеть, какие модификации в технике, если таковые имеются, необходимы в случае других подопытных животных.

1. Кожная инокуляция. — (Анестезия не требуется.)

1. Попросите помощника крепко держать животное (или зафиксируйте его на операционном столе).

2. Нанесите жидкое мыло на мех над участком, выбранным для инокуляции, с помощью ватного тампона и обильно вспеньте с помощью теплой воды; тщательно и аккуратно побрейте; или нанесите депиляторный порошок.

3. Тщательно промойте оголенный участок кожи 2-процентным раствором лизола.

4. Смойте лизол эфиром и дайте последнему испариться.

5. Сделайте многочисленные короткие, параллельные, поверхностные разрезы кончиком стерильного скальпеля.

6. Когда выделение из разрезов прекратится, вотрите инокулят в скарификации с помощью плоской стороны лезвия скальпеля или стерильного платинового шпателя.

7. Накройте инокулированный участок прокладкой из стерильной марли, закрепленной на месте полосками лейкопластыря или путем запечатывания краев марли коллодием.

8. Освободите животное, поместите его в клетку и прикрепите этикетку, на которой написано:

(a) Distinctive name or number of the animal.

(b) Its weight.

(c) Particulars as to source and dose of inoculum.

(d) Date of inoculation.

2. Подкожная инокуляция. —

(а) Жидкий инокулят. — (Анестезия не требуется.)

Шаги 1-4. Как при кожной инокуляции.

5. Зажмите складку кожи между указательным и большим пальцами левой руки; возьмите заряженный подкожный шприц в правую руку, введите иглу в гребень кожи, поднятый левыми пальцами, и плавно продвигайте ее вперед, пока около 2 см иглы не окажутся в подкожной клетчатке. Теперь отпустите захват левой руки и медленно введите жидкость, содержащуюся в шприце.

6. Извлеките иглу и в тот же момент закройте место прокола ватным тампоном, чтобы предотвратить вытекание инокулята. Введенная жидкость, если ее объем невелик, впитается в течение очень короткого времени.

7. Этикетка и т. д.

(б) Твердый инокулят. — (Анестезия не требуется; или спрей хлорэтила.)

Шаги 1-4. Как при кожной инокуляции.

5. Поднимите небольшую складку кожи пинцетом и сделайте небольшой разрез через кожу парой остроконечных ножниц или кончиком скальпеля.

6. Вставьте зонд через отверстие и плавно продвигайте его вперед в подкожной клетчатке, а боковыми движениями отделите кожу от подлежащих мышц, чтобы сформировать воронкообразный карман с вершиной в сторону точки входа.

7. С помощью пары остроконечных пинцетов введите небольшой кусочек инокулята в этот карман и поместите его как можно дальше от точки входа.

Fig. 181.—Glass tube syringe for subcutaneous "solid" inoculation.

Или импровизируйте шприц, вставив кусок стеклянной палочки (в качестве поршня) в просвет чуть более короткого отрезка стеклянной трубки и закрепив его на месте полоской резиновой трубки. Стерилизуйте кипячением. Оттяните стержень на несколько миллиметров и поместите кусочек ткани внутрь отверстия трубки с помощью стерильных пинцетов. Теперь пропустите трубку в глубину «кармана», протолкните стеклянный стержень, пока он не выйдет за конец трубки, и извлеките аппарат, оставив ткань в ране.

8. Закройте рану на коже зажимами Мишеля и повязкой из марли, запечатанной коллодием (или настойкой бензоина).

9. Этикетка и т. д.

3. Внутримышечная. —

(а) Жидкий инокулят. — (Анестезия не требуется.)

Шаги 1-4. Как при кожной инокуляции.

5. Зафиксируйте кожу над выбранной мышцей или мышцами слегка разведенными указательным и большим пальцами левой руки.

6. Смело введите иглу инъекционного шприца в мышечную ткань и медленно введите инокулят.

7. Этикетка и т. д.

(б) Твердый инокулят. — (Анестезия, А. С. Э.)

1. Зафиксируйте животное на операционном столе и дайте анестезию.

2. Побрейте и продезинфицируйте кожу в месте операции.

3. Окружите поле операции полосками марли, отжатыми в 2-процентном растворе лизола.

4. Поочередно рассеките кожу, апоневроз и мышцу.

5. Поместите инокулят в глубину разреза.

6. Закройте рану в мышце погружными швами, а кожную рану — непрерывными или узловыми швами, либо стальными зажимами Мишеля.

7. Наложите герметичную повязку из марли и коллодия.

8. Снимите животное с операционного стола.

9. Этикетка и т. д.

4. Внутрибрюшинная. —

(а) Жидкий инокулят. — (Анестезия не требуется.)

Шаги 1-4. Как при кожной инокуляции. Побрейте довольно широкий поперечный участок, простирающийся от бока до бока.

5. Поместите указательный палец левой руки на один бок, а большой палец — на противоположный, и зажмите всю толщу брюшной стенки в треугольную складку. Теперь, сдвигая брюшинные поверхности (которые находятся в соприкосновении) одну относительно другой, убедитесь, что петли кишечника не попали в складку.

6. Возьмите шприц в правую руку и иглой проткните складку у ее основания (рис. 182).

7. Теперь отпустите складку, но удерживайте шприц неподвижно; по мере расправления брюшной стенки кончик иглы оказывается свободным в брюшной полости (см. рис. 183).

Fig. 182.—Intraperitoneal inoculation—fluid.

8. Введите жидкость из шприца.

9. Этикетка и т. д.

Fig. 183.—Section of abdominal wall, etc., showing point of needle lying free in the peritoneal cavity above the coils of intestine.

Второй метод:

Шаги 1-4. Как в первом методе.

5. Анестезируйте небольшой выбранный участок кожи, опрыскав его хлорэтилом.

6. Нагрейте платиновую проволоку для прижигания (проволока 0,5 мм, скрученная в форму, указанную на рисунке 184, закрепленная в алюминиевой ручке) докрасна и ею прожгите отверстие через анестезированный участок кожи и брюшной мышцы до висцеральной брюшины, но не протыкая ее.

7. Закрепите иглу с тупым концом на заряженном шприце и, плотно прижав закругленный конец к брюшине, ее можно легко протолкнуть в брюшную полость.

8. Введите жидкость из шприца.

9. Этикетка и т. д.

Этот метод особенно полезен, когда желательно собирать образцы перитонеальной жидкости время от времени в течение периода наблюдения, так как жидкость можно удалять из брюшной полости через интервалы времени через это отверстие в брюшной стенке с помощью стерильной капиллярной пипетки.

Fig. 184.—Platinum wire for burning hole through parietes.

(б) Твердый инокулят (или имплантация капсул, содержащих жидкие культуры). — (Анестезия, А. С. Э.)

1. Анестезируйте животное и зафиксируйте его на операционном столе.

2. Побрейте большой участок брюшной стенки.

3. Сделайте разрез через кожу по средней линии длиной около 2 см, на полпути между нижним концом грудины и лобком.

4. Разделите апоневрозы между прямыми мышцами живота на желобоватом зонде.

5. Разделите брюшину на желобоватом зонде.

6. Введите инокулят в брюшную полость.

7. Закройте брюшную полость швами Ламбера.

8. Закройте разрезы кожи и апоневроза вместе узловыми швами или стальными зажимами Мишеля и наложите герметичную повязку.

9. Освободите животное от операционного стола.

10. Этикетка и т. д.

Подходящие мешочки можно легко подготовить одним из следующих методов:

А. Коллодиевые мешочки.

1. Окуните небольшую пробирку (5 на 0,5 см), дном вниз, в стакан с коллодием и высушите на воздухе; повторите этот процесс три или четыре раза.

2. Окуните пробирку с покрытием из коллодия попеременно в стакан со спиртом и стакан с водой. Это разрыхляет коллодий и позволяет снять его в форме небольшой пробирки.

3. Возьмите отрезок стеклянной трубки длиной 20 см, примерно диаметра пробирки, использованной для формирования мешочка, и вставьте один конец в открытое горлышко мешочка.

4. Подвесьте стеклянную трубку с прикрепленным мешочком внутри большей пробирки, уплотнив вату в горлышке пробирки вокруг стеклянной трубки, и поместите в инкубатор при 37° C на двадцать четыре часа. После извлечения из инкубатора мешочек будет прочно прикреплен к концу стеклянной трубки.

5. Закройте открытый конец стеклянной трубки ватой и стерилизуйте пробирку и ее содержимое в сушильном шкафу.

Чтобы использовать мешочек, удалите пробку из стеклянной трубки, частично наполните мешочек культурой для инокуляции с помощью стерильной капиллярной пипетки и снова закройте трубку пробкой. Когда брюшная полость будет вскрыта, извлеките трубку с прикрепленным мешочком из защитной пробирки, закройте мешочек, плотно завязав стерилизованную шелковую нить вокруг него чуть ниже конца стеклянной трубки, и отделите его от трубки, разрезав коллодий над лигатурой, после чего мешочек готов к введению в брюшную полость.

Б. Целлоидиновые мешочки (Харрис).

Необходимые материалы.

Стеклянная трубка типа «гусиное перо».

Желатиновые капсулы, такие как фармацевты готовят для выдачи объемных порошков.

Различные сорта целлоидина, густой и жидкий, в бутылках с широким горлышком.

1. Возьмите кусок стеклянной трубки длиной около 4 см и диаметром 5 мм; нагрейте один конец в пламени горелки Бунзена.

2. Проткните нагретым концом трубки один конец желатиновой капсулы и дайте остыть (рис. 185).

3. Удалите остатки желатина из просвета трубки нагретой платиновой иглой; смажьте соединение между капсулой и трубкой умеренно густым целлоидином и дайте высохнуть.

Fig. 185.—Making celloidin capsules.

4. Окуните капсулу в стакан с жидким целлоидином за пределы соединения со стеклом и после извлечения вращайте ее перед воздушной струей горелки, чтобы высушить равномерно. Повторяйте эти манипуляции до получения достаточно толстого покрытия.

5. Нанесите густой целлоидин на соединение трубки с капсулой, противоположный конец капсулы и линию соединения капсулы с ее крышкой; тщательно высушите.

6. С помощью пипетки с грушей наполните капсулу (через прикрепленную трубку) горячей водой и поставьте капсулу в стакан с кипящей водой на несколько минут, чтобы расплавить желатин.

7. Удалите раствор желатина изнутри целлоидинового футляра с помощью пипетки.

8. Наполните мешочек питательным бульоном и поместите его стеклянной трубкой вниз в пробирку, содержащую достаточно стерильного питательного бульона, чтобы покрыть мешочек на глубину 1 см. Закройте пробирку пробкой и стерилизуйте в паровом стерилизаторе обычным способом.

9. Чтобы подготовить мешочек к использованию, выньте его из пробирки с бульоном в стерильную стеклянную чашку.

10. Захватите трубку рядом с ее соединением с мешочком губками стерильного пинцета и с помощью пипетки с грушей удалите достаточное количество содержащегося бульона, чтобы оставить небольшое пространство в мешочке. Введите инокулят в виде эмульсии с помощью другой пипетки.

11. Продолжая удерживать трубку пинцетом, вытяните ее и запаяйте рядом с мешочком в пламени горелки.

12. После остывания промойте мешочек в стерильной воде, затем перенесите в пробирку с питательным бульоном и инкубируйте в течение ночи, чтобы определить его непроницаемость для бактерий.

13. Если бульон снаружи мешочка остается стерильным, введите мешочек в брюшную полость подопытного животного.

5. Внутричерепная. — (Анестезия, А. С. Э.)

Fig. 186.—Guarded trephine.

Трепаны и хирургический двигатель. — Самым полезным инструментом для внутричерепных операций на животных является малый носовой трепан (Кертиса), имеющий зубчатый режущий круг диаметром 7 мм. Добавление регулируемого защитного кольца, закрепляемого винтом, предотвращает случайное повреждение твердой мозговой оболочки или вещества мозга [13] (рис. 186). Этот размер подходит для обезьян, собак, кошек и крупных кроликов. Другие меньшие размеры, которые окажутся полезными для морских свинок и других мелких животных, режут круги диаметром 6 и 4 мм; для очень мелких животных — молодых морских свинок и крыс — небольшое стоматологическое сверло или винт сделают достаточно большое отверстие, чтобы ввести иглу шприца. Трепан можно установить в обычные металлические ручки и вращать вручную, но хирургический двигатель любого типа гораздо предпочтительнее с точки зрения быстроты и безопасности для животного. Электрический стоматологический двигатель Гая [14] (рис. 187), который можно подключить к патрону лампы или настенной розетке и который управляется ножным выключателем, хотя и недорогой, является чрезвычайно удовлетворительным.

Примечание. — Тонкое стоматологическое сверло, прикрепленное к стоматологическому двигателю, делает изготовление алюминиевых ручек для игл (см. стр. 71) довольно простым делом.

(а) Субдуральная.

1. Анестезируйте животное и зафиксируйте его на операционном столе, спиной вверх.

2. Побрейте часть кожи головы непосредственно перед ушами.

Fig. 187.—Guy's electrical dental engine.

3. Очертите острым скальпелем полулунный лоскут кожи, мышц и т. д., выпуклостью вперед, начиная в 0,5 см перед основанием одного уха и заканчивая в аналогичной точке перед другим ухом. Откиньте намеченный лоскут.

4. Сделайте соответствующий разрез через надкостницу и приподнимите ее тупым диссектором.

5. Малым трепаном (диаметром 6 мм) удалите круговой кусочек кости из теменного сегмента. Центр отверстия трепана должен находиться на пересечении срединной линии и линии, соединяющей задние углы глаз (рис. 188).

6. Введите инокулят с помощью подкожного шприца, проткнув иглой твердую мозговую оболочку и поместив материал непосредственно под эту оболочку, при этом стараясь не повредить синусы.

7. Откиньте лоскут кожи обратно и закрепите его на месте стальными зажимами Мишеля.

8. Наложите повязку из стерильной марли и ваты и запечатайте повязку коллодием.

9. Этикетка и т. д.

(б) Внутримозговая. — Эта инокуляция выполняется точно так же, как субдуральная, за исключением того, что в шаге 6 игла после протыкания твердой мозговой оболочки продвигается дальше в вещество того или иного полушария мозга перед тем, как содержимое будет введено.

Fig. 188.—Intracranial inoculation of rabbit. The circle indicates the situation of the trephine hole.

6. Внутриглазная. —

(а) Жидкий инокулят. — (Анестезия, кокаин.)

1. Закапайте несколько капель стерильного раствора кокаина и повторите закапывание через две минуты.

2. Через пять минут попросите помощника крепко держать животное, как при внутривенной инъекции (см. рис. 189), при этом голова должна фиксироваться руками помощника.

3. Выберите две иглы, точно подходящие к одному и тому же шприцу, и стерилизуйте.

4. Присоедините одну иглу к шприцу, наберите необходимую дозу инокулята и снимите иглу.

5. Зафиксируйте глаз фиксационным пинцетом; затем проткните роговицу другой иглой шприца и дайте водянистой влаге вытечь через иглу.

6. Не вынимая иглу из роговицы, присоедините шприц и сделайте инъекцию в переднюю камеру.

7. Промойте конъюнктивальный мешок стерильным физиологическим раствором.

8. Этикетка и т. д.

(б) Твердый инокулят. — (Анестезия, А. С. Э.)

1. Анестезируйте животное и надежно зафиксируйте его на операционном столе.

2. Тщательно промойте конъюнктивальный мешок стерильным физиологическим раствором.

3. Сделайте разрез через верхний квадрант роговицы в переднюю камеру с помощью треугольного кератома.

4. Раздвиньте края раны роговицы гибким серебряным шпателем; захватите твердый инокулят пинцетом для радужки, введите его через рану роговицы и поместите на переднюю поверхность радужки; извлеките пинцет.

5. Снова промойте мешок и поверхность роговицы.

6. Снимите животное с операционного стола.

7. Этикетка и т. д.

7. Внутрилегочная. —

Жидкий инокулят. — (Анестезия не требуется.)

1. Попросите помощника крепко держать животное. (В этом случае передняя лапа выбранной стороны оттягивается помощником и удерживается вместе с ухом той же стороны.)

2. Тщательно побрейте в подмышечной линии и продезинфицируйте оголенную кожу.

3. Смело введите иглу шприца через пятое или шестое межреберье в ткань легкого.

4. Медленно введите содержимое шприца.

5. Этикетка и т. д.

8. Внутривенная. —

Жидкий инокулят. — (Анестезия не требуется.)

Местом, выбранным для инъекции у кролика, является задняя ушная вена (см. рис. 192). Хотя она меньше срединной вены, она плотно прикреплена к хрящу уха плотной соединительной тканью и поэтому более доступна. (У морской свинки необходимо использовать яремную вену, и для успешного выполнения инокуляции животному необходимо дать общую анестезию. У обезьяны или собаки наиболее удобной является большая подкожная вена ноги, и перед проколом ее следует раздуть или сделать заметной, сжав вену выше выбранного места.)

Подготовка инокулята. — При подготовке инокулята необходимо соблюдать осторожность, так как инъекция даже небольших фрагментов может вызвать смертельную эмболию. Чтобы избежать этого риска, жидкость следует, по возможности, отфильтровать через стерильную фильтровальную бумагу перед наполнением шприца.

Пузырьки воздуха при введении в вену часто вызывают немедленную смерть. Чтобы предотвратить это, шприц после наполнения следует держать в вертикальном положении, иглой вверх. Затем на иглу надевается кусочек стерильной фильтровальной бумаги, и поршень шприца нажимается вверх, пока весь воздух не будет вытеснен из цилиндра и иглы. Если при этом выдавятся капли инокулята, они попадут на фильтровальную бумагу, которую следует немедленно сжечь.

1. Попросите помощника крепко держать животное. Выбранное ухо захватывается за основание и вытягивается вперед к оператору.

2. Побрейте задний край тыльной стороны уха.

3. Продезинфицируйте кожу над веной, энергично протирая ее ватным тампоном, смоченным в лизоле. Трение сделает вену более заметной. Смойте лизол эфиром и дайте последнему испариться.

4. Попросите помощника сжать вену у основания уха. Это заставит ее периферическую часть набухнуть и увеличиться в калибре.

5. Держите шприц, как ручку, и проткните кончиком иглы кожу и стенку вены, пока она не войдет в просвет вены (рис. 189). Теперь продвигайте ее вперед в направлении кровотока — т. е. к телу животного.

6. Попросите помощника прекратить сжатие основания уха и медленно введите инокулят. (Если жидкость нагнетается в подкожную клетчатку, что сразу же проявляется припухлостью, инъекцию необходимо прекратить и сделать еще одну попытку в месте ближе к основанию уха или в какой-либо точке на соответствующей вене на противоположном ухе.)

7. Извлеките иглу и прижмите ватный тампон к месту прокола, чтобы обеспечить закрытие отверстия в стенке вены.

8. Этикетка и т. д.

Fig. 189.—Intravenous inoculation.

9. Ингаляционная. —

(а) Жидкий инокулят. — (Анестезия не требуется.)

1. Поместите животное в закрытый металлический ящик.

2. Через отверстие в одной из сторон введите сопло простого распылительного аппарата, такого как используется для назальных лекарственных средств.

3. Наполните резервуар инструмента (предварительно стерилизованного) жидким инокулятом и, присоединив мехи, распылите инокулят внутрь ящика.

4. По завершении распыления откройте ящик, тщательно опрыскайте животное 10-процентным раствором формальдегида (чтобы уничтожить любой вирус, который может прилипнуть к меху или перьям).

5. Перенесите животное в клетку.

6. Этикетка и т. д.

7. Тщательно продезинфицируйте ингаляционную камеру.

(б) Жидкий или порошкообразный инокулят. — Анестезия, А. С. Э.

1. Дайте животному наркоз и надежно зафиксируйте его на операционном столе.

Fig. 190.—Gag for rabbits.

2. Раскройте рот с помощью какого-либо роторасширителя; захватите язык пинцетом и вытяните его вперед.

Наиболее удобная форма роторасширителя для кролика или кошки показана на рис. 190. Это просто полоска твердого дерева, имеющая форму в средней части и снабженная квадратным отверстием, через которое можно провести трахеальную или пищеводную трубку.

3. Введите предварительно стерилизованную стеклянную трубку (длиной 17 см, диаметром 0,5 см, с слегка изогнутым на 2 см концом) через гортань в трахею.

4. Соедините прямую часть Y-образной трубки с верхним концом стерилизованной трубки, а один из отводов Y-образной трубки подсоедините к делительной воронке, содержащей жидкий инокулят, или к инсуффлятору, содержащему порошкообразный инокулят, а другой — к ручным мехам.

5. Дайте жидкому инокуляту стечь в легкие под действием силы тяжести или вдуйте порошкообразный инокулят с помощью резиновой груши-мехов.

6. Извлеките интратрахеальную трубку; освободите животное от фиксации на столе.

7. Наклейте этикетку и т. д.

В качестве альтернативного метода для довольно крупных животных, таких как кролики и т. д., можно использовать стерильную стеклянную трубку подходящего диаметра, которую проводят через гортань вниз по трахее почти до ее бифуркации. Жидкие культуры можно затем буквально вливать в легкие, или же высушенные и измельченные в порошок культуры можно вдувать в легкие с помощью небольших ручных мехов или даже пипетки с резиновым баллоном.

10. Интрагастральная инокуляция. — Жидкий или полужидкий инокулят. (Наркоз не требуется.)

Метод выполнения операции несколько варьируется в зависимости от размера подопытного животного.

А. Обезьяна, кролик, морская свинка.

1. Зафиксируйте животное на операционном столе брюшной поверхностью вверх.

2. Раскройте рот с помощью роторасширителя; вытяните язык вперед с помощью пинцета.

3. Стерилизуйте мягкий резиновый катетер (№ 10 или 8 по английской шкале, или № 18 или 15 по французской) и смажьте его стерильным глицерином.

4. Проведите его к задней стенке глотки, удерживая конец по средней линии.

5. Осторожно продвигайте катетер по пищеводу, пока он не пройдет через кардиальное отверстие желудка. Не применяйте никакой силы.

6. Наберите необходимую дозу инокулята в стерилизованную пипетку. Вставьте кончик пипетки в открытый конец катетера и дайте жидкости стечь в желудок. Извлеките пипетку и опустите ее в сосуд с лизолом.

7. С помощью другой стерильной пипетки пропустите один кубический сантиметр стерильного физиологического раствора через катетер, чтобы вымыть последние следы инокулята.

8. Извлеките катетер.

9. Наклейте этикетку и т. д.

B. Крысы и мыши (метод Марка).

1. Зафиксируйте животное в вертикальном положении.

(а) Крыса. — Возьмите пару зажимных пинцетов длиной около 22 см и захватите животное за свободную кожу головы как можно дальше вперед — зафиксируйте пинцет и, удерживая инструмент вертикально вверх, передайте его в левую руку ассистента, который фиксирует хвост животного между пальцами, сжимающими рукоятку пинцета. (См. рис. 191.)

Fig. 191.—Intragastric inoculation of rat.

(б) Мышь. — Ассистент захватывает свободную кожу между ушами как можно дальше вперед между указательным и большим пальцами левой руки. Затем он берет хвост правой рукой, выпрямляет мышь, пропускает хвост между безымянным пальцем и мизинцем левой руки и фиксирует его там.

2. Ассистент берет закрытый пинцет с тонкими браншами в правую руку, вводит концы в рот животного, а затем позволяет браншам разойтись. Это открывает челюсть животного и служит роторасширителем.

3. Смочите стерилизованную пищеводную трубку стерильной водой. (Эта трубка изготовлена из шелковой резины, длиной 6,5 см, с закругленным дистальным концом; проксимальный конец закреплен в головке иглы для шприца, которая подходит к наконечникам двух используемых стерильных шприцев.)

4. Возьмите трубку примерно за середину и введите ее в рот животного, направляя вниз и немного в одну или другую сторону, пока вся ее длина не окажется в пищеварительном тракте и во рту. Достаточно лишь легкого направления. Не применяйте никакой силы.

5. Наберите необходимую дозу инокулята в шприц; вставьте наконечник шприца в иглодержатель и надавите на поршень.

6. Удерживая иглодержатель левой рукой, отсоедините шприц.

7. Наберите немного стерильной воды во второй (стерильный) шприц и, вставив его наконечник в иглодержатель, введите несколько капель воды через трубку, чтобы промыть ее.

8. Одним быстрым движением вверх извлеките трубку изо рта животного.

9. Наклейте этикетку и т. д.

Остается описать еще один метод инокуляции, который не требует оперативного вмешательства.

11. Кормление. —

1. Жидкий инокулят. — Небольшие кусочки стерилизованного хлеба или размоченного хлеба (стерилизованного в паровом стерилизаторе при 100° C) пропитывают жидким инокулятом и предлагают животным в стерильной чашке Петри или капсуле.

2. Твердый инокулят. — Небольшие кусочки ткани помещают в стерильные сосуды и предлагают животным.

СНОСКИ:

[12] Этот стол изготовлен фирмой Down Bros., Сент-Томас-стрит, Лондон, S. E.

[13] Эта модификация изготовлена для автора фирмой Down Bros., Сент-Томас-стрит, Лондон, S. E.

[14] Произведено фирмой Francis Lepper, 56, Грейт-Мальборо-стрит, Лондон, W.

XVIII. ИЗУЧЕНИЕ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫХ ИНФЕКЦИЙ ПРИ ЖИЗНИ.

Наличие патогенных свойств у изучаемого организма проявляется «инфекцией» подопытного животного — термин, используемый для обобщения состояния, возникающего в результате успешного проникновения инокулированных микроорганизмов в ткани подопытного животного и их размножения в них. Считается, что инфекция произошла:

1. Когда смерть животного наступает как прямое следствие инокуляции.

2. Когда инокуляция, не обязательно приводя к смерти, вызывает местные или общие изменения патологического характера.

3. Когда, независимо от того, наступила смерть или произошли местные или общие изменения, в жидкостях организма появляются определенные вещества, которые, как можно доказать (in vitro или in vivo), оказывают глубокое и специфическое воздействие при контакте с субкультурами первоначально инокулированного организма.

Важными факторами в развитии инфекции являются:

А. Семена. Вирулентность организма. Доза организма. B. Почва. Устойчивость, оказываемая клетками подопытного животного.

Первые два фактора, хотя и являются переменными, в определенной степени находятся под контролем экспериментатора. Таким образом, с помощью соответствующих средств вирулентность организма может быть усилена или ослаблена, в то время как размер дозы может быть увеличен или уменьшен. Третий фактор также варьируется не только у разных видов животных, но и у разных особей одного и того же вида. Основные причины этого различия не столь очевидны, поэтому, помимо отбора животных, предназначенных для аналогичных экспериментов, с учетом таких моментов, как возраст, размер или пол, мало что можно сделать для стандартизации клеточной резистентности.

Сразу после инокуляции животного должен начаться период клинического наблюдения, который должен заканчиваться только смертью животного. Общие наблюдения сначала, если инфекция острая, следует проводить ежедневно — позже, если животное кажется незатронутым или если инфекция хроническая, как общие, так и специальные наблюдения следует проводить с недельными интервалами. Если животное по-прежнему кажется незатронутым, его следует умертвить парами хлороформа по истечении двух или трех месяцев и провести полное вскрытие.

А. Общие наблюдения должны учитывать:

1. Общий вид. Подопытное животное следует осматривать ежедневно не только с целью выявления симптомов, вызванных экспериментальной инфекцией, но и для того, чтобы предотвратить пропуск любой интеркуррентной инфекции, приобретенной естественным путем (см. стр. 337).

2. Вес инокулированного животного следует наблюдать и записывать каждый день в течение курса экспериментальной инфекции в точно одно и то же время, предпочтительно непосредственно перед утренним кормлением.

3. Температуру следует аналогичным образом записывать ежедневно, если не чаще, в течение всего периода наблюдения за животным и тщательно наносить на график — индивидуальные вариации сразу станут очевидными. Следует иметь в виду, что температура, считающаяся нормальной для человека (37,5° C), не является нормальной средней температурой ни для одного из низших животных, кроме крысы и мыши. Прилагаемая таблица нормальных средних значений для животных, обычно используемых в бактериологических исследованиях, может быть полезна для предотвращения ошибочного предположения о наличии пирексии у животного, которое просто демонстрирует свою собственную нормальную температуру.

NORMAL AVERAGES. Rectal Temp. °C. Pulse. Respirations. Animal. Rate per minute. Frog 8.9-17.2 80 12 Mouse 37.4 120 ... Rat 37.5 ... 210 Guinea pig 38.6 150 80 Rabbit 38.7 135 55 Cat 38.7 130 24 Dog 38.6 95 15 Goat 40.0 75 16 Ox 38.8 45 .. Horse 37.9 38 11 Monkey (Rhesus) 38.4 100 19 Pigeon 40.9 136 30 Fowl 41.6 140 12

B. Специальные наблюдения включают некоторые или все из нижеперечисленных, в зависимости от метода инокуляции и характера вируса.

1. Место инокуляции следует тщательно осматривать не реже одного раза в неделю, а соседние лимфатические узлы пальпировать.

2. Любая местная реакция в месте инокуляции и любое другое легкодоступное поражение должны быть тщательно исследованы. Любой гнойный процесс, который может возникнуть, будь то в подкожных тканях или в суставах, должен быть исследован, а гной тщательно изучен как микроскопически, так и культурально.

Жидкие секреты и экскреты, такие как гной или серозные экссудаты, когда они доступны, собирают непосредственно из организма в стерильные капиллярные пипетки (см. рис. 13 а) следующим образом:

1. Откройте футляр с пипетками, возьмите одну за конец с ватной пробкой, извлеките ее из футляра и закройте футляр крышкой.

2. Прикрепите резиновый баллон (см. стр. 10) к концу пипетки с ватной пробкой и используйте баллон в качестве ручки пипетки.

3. Проведите пипетку по всей длине два или три раза через пламя горелки Бунзена.

4. Отломите запаянный конец пипетки стерильным пинцетом.

5. Сожмите резиновый баллон, введите кончик пипетки в секрет; затем ослабьте давление на баллон и дайте пипетке наполниться.

6. Извлеките кончик пипетки из секрета, дайте жидкости немного подняться по капиллярному стеблю и запаяйте кончик пипетки в пламени. (Если используется пипетка с сужением ниже конца с ватной пробкой (рис. 13 b), эту часть пипетки также можно запаять в пламени.)

Когда все будет готово к исследованию патологического материала, отломите запаянный конец пипетки стерильным пинцетом и вылейте содержимое пипетки в стерильную капсулу. Материал теперь можно использовать для приготовления мазков, посевов и экспериментов по инокуляции.

3. Периферическую кровь следует время от времени исследовать, так как именно из этой ткани часто получают наиболее полную информацию о течении и прогрессировании инфекции.

а. Гистологическое исследование крови должно быть направлено главным образом на наблюдения за количеством и типом белых кровяных телец; и поскольку лишь немногие бактериологи являются одновременно экспертами в сравнительной гематологии, для справки приведены некоторые заметки о нормальных характеристиках крови обычных лабораторных животных в сравнении с кровью человека. Они были любезно составлены для меня моим другом и бывшим коллегой д-ром Сесилом Прайсом Джонсом.

СРАВНИТЕЛЬНАЯ ГЕМОЦИТОЛОГИЯ ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ.

Totals Percentages AnimalRed cellsWhite cells Hb, per cent.Lymphocytes, per cent.Large monos, per cent.Polymorph, per cent.Eosinoph, per cent. Mast cells, per cent. Frog 490,000 8,000 58 40 10.0 22.015 13 Mouse 8,700,000 8,000 78 60 21.5 17.0 1.4 0.1 Rat 9,000,000 9,000 85 54 7.0 37.5 1.3 0.2 Guinea-pig 5,700,00010,000 99 55 9.0 32.8 3.0 0.2 Rabbit 6,000,000 7,000 70 50 2.0 46.0 0.6 1.4 Rhesus 4,500,00013,000 77 43 5.0 50.0 1.3 0.7 Goat14,600,00015,000 58 35 6.3 56.7 1.25 0.75 Fowl 3,500,00030,000 100 49 3.0 42.0 1.0 5.0 Pigeon 3,500,00020,000 101 43 9.0 43.0 3.0 2.0 Man(adult) Normal limits. 5,000,000 (4.5-5) millions. 7,500 (7-9) thousands. 100 (95-101) 25 (20-30) 5.5 (4-8) 65 (55-68) 4.0 (3-5) 0.5 (0.5-2)

Приведенная выше таблица представляет в каждом случае среднее значение большого количества подсчетов.

Примечания.

Лягушка. — Красные кровяные тельца представляют собой крупные овальные ядерные диски (20-25 мкм на 12-15 мкм), ядро относительно небольшое и неправильно удлиненное или овальное, около 10 мкм в длину. Обычно наблюдается много примитивных и развивающихся форм, а также свободные ядра и много клеток на различных стадиях дегенерации. Оценка гемоглобина затруднена из-за мутности крови после разбавления водой. Полиморфноядерные лейкоциты — это крупные клетки, около 20 мкм; никаких определенных гранул не наблюдается. Эозинофильные клетки содержат крупные, глубоко окрашивающиеся гранулы кокковидной формы.

Мышь. — Гранулы полиморфноядерных лейкоцитов обычно не окрашиваются или окрашиваются очень слабо. Ядро эозинофильной клетки имеет кольцевидную форму или сильно разделено, а гранулы кокковидные и окрашиваются оксифильно. Примечательной особенностью крови является высокий процент крупных мононуклеарных клеток.

Крыса. — Мелкие палочковидные гранулы полиморфноядерных лейкоцитов обычно окрашиваются очень слабо. Гранулы эозинофильных клеток хорошо окрашиваются и имеют кокковидную форму, ядро часто кольцевидное. Базофильных зернистых клеток немного, но гранулы крупные и глубоко окрашиваются базофильно.

Морская свинка. — Очень часто наблюдаются полихромазия и точечная базофилия красных кровяных телец; также часто встречаются ядерные красные кровяные тельца. Крупные мононуклеарные клетки часто содержат вакуоли — «клетки Курлова» — возможно, паразитарной природы.

Кролик. — Нередко можно обнаружить ядерные красные кровяные тельца в мазках от совершенно здоровых животных. Гранулы полиморфноядерных лейкоцитов окрашиваются оксифильно. Крупные гранулы эозинофильных клеток, по-видимому, окрашиваются менее интенсивно оксифильно, вероятно, из-за базофильного окрашивания цитоплазмы.

Макака-резус. — Клетки крови напоминают те, что встречаются в крови человека. Мелкие нейтрофильные гранулы полиморфноядерных лейкоцитов часто очень скудны, а иногда, по-видимому, отсутствуют. Эозинофильные клетки не так плотно заполнены крупными оксифильными гранулами, как у человека, и ядра этих клеток обычно сильно разделены или полиморфны.

Коза. — Красные кровяные тельца представляют собой мелкие безъядерные диски диаметром всего около 4,5 мкм, что составляет не более половины диаметра красного кровяного тельца человека. Полиморфноядерные лейкоциты имеют лишь несколько очень мелких кокковидных оксифильных гранул, ядро полиморфное. Эозинофильные клетки — это крупные клетки до 20 мкм, цитоплазма базофильна и содержит крупные кокковидные оксифильные гранулы, а ядро часто сильно разделено.

Домашняя птица. — Красные кровяные тельца представляют собой овальные ядерные диски размером около 12 мкм на 6 мкм, ядро относительно небольшое (около 4 мкм в длину), неправильно удлиненное или овальное; часто присутствуют круглые, более глубоко окрашенные клетки с круглыми или диффузными ядрами, а также свободные ядра и дегенерировавшие формы красных кровяных телец. Гранулы клеток, соответствующих полиморфноядерным лейкоцитам, палочковидные, часто четкообразные или с булавовидными концами. Ядро не полиморфное, а обычно разделено на две части, хотя может быть и одиночным. Клетки, вероятно, соответствующие эозинофильным лейкоцитам, имеют мелкие кокковидные гранулы, слабо окрашивающиеся эозинофильно или нейтрофильно. Базофильные гранулы «тучных» клеток кокковидные, различного размера — часто совсем порошкообразные.